Avertissement — à lire avant de commencer. Cette leçon n’est pas un corrigé du sujet ECE. Diffuser un corrigé officiel des ECE est interdit, et ce n’est de toute façon pas le but pédagogique. L’idée ici est de te donner des pistes de réflexion et une méthode pour aborder ce type de sujet : comment lire l’énoncé, identifier la question, construire une stratégie et anticiper les résultats. À toi ensuite de faire le travail intellectuel le jour de l’épreuve — c’est lui qui te vaudra des points.
À la fin de cette leçon, tu sauras :
- Reconnaître le type d’un sujet ECE (classique ou poursuite de stratégie)
- Identifier la question scientifique d’un sujet portant sur les conséquences cellulaires de la domestication d’une céréale
- Comprendre à quoi sert chacune des ressources fournies (grain de maïs, eau iodée, microscope avec oculaire gradué, banque de mesures, texte sur le test de fiabilité)
- Mobiliser les notions d’amyloplaste, d’albumen, de domestication par sélection humaine et d’intervalle de confiance statistique
- Construire une stratégie de poursuite en trois temps pour comparer les amyloplastes de maïs domestique et de téosinte sauvage
- Anticiper la nature de la ressource complémentaire apportée pour quantifier les différences entre maïs et téosinte
- Communiquer la mesure d’amyloplaste par photographie titrée et légendée ou par tableau de données sur tableur, et interpréter avec la trame « J’observe / Or je sais / J’en déduis »
- Rédiger une conclusion qui répond exactement à la question posée
1. Quel type de sujet ECE est-ce ?
Avant de plonger dans le contenu, il faut d’abord reconnaître le type du sujet, car la stratégie attendue n’est pas la même.
Deux grands types de sujets ECE :
- Sujet « classique » (à l’ancienne). La partie A commence par « Élaborer une stratégie de résolution afin de déterminer… ». On te demande de proposer la stratégie avant toute manipulation. Ensuite tu mets en œuvre.
- Sujet « poursuite de stratégie ». Tu commences par une manipulation déjà cadrée, suivie d’une analyse de résultats. C’est seulement ensuite qu’on te demande de proposer une stratégie pour poursuivre la résolution du problème (avec une autre expérience, un autre angle).
Ici, dans le sujet 26_SVT_39, la partie A te demande directement de mesurer un amyloplaste dans une coupe d’albumen de grain de maïs colorée à l’eau iodée, puis de tester la fiabilité de cette mesure par rapport à une banque de 20 mesures fournie (intervalle [μ−2σ ; μ+2σ]). La manipulation est déjà entièrement cadrée. Ce n’est qu’en partie B qu’on te demandera de proposer une stratégie pour comparer cette mesure à celle d’amyloplastes de téosinte (ancêtre sauvage du maïs) afin de tester l’impact de la domestication. C’est donc un sujet « poursuite de stratégie ».
2. Le contexte et la question scientifique
L’épreuve te plonge dans l’un des plus beaux cas d’école de la domestication des plantes cultivées. Le maïs (Zea mays), l’une des trois céréales les plus importantes au monde (avec le blé et le riz), ne ressemble en rien à son ancêtre sauvage : la téosinte (Zea mays ssp. parviglumis). La téosinte est une herbe sauvage du Mexique aux épis fins (≈ 5 cm de long), portant à peine 5-10 petits grains durs, séparables (égrenage spontané). Le maïs domestique présente des épis géants (jusqu’à 30 cm), portant des centaines de grains gros et tendres, attachés solidement au rachis. Cette transformation spectaculaire s’est faite en seulement 7 000 à 9 000 ans, sous la pression de sélection des paysans amérindiens, et repose sur quelques gènes clés (tb1, tga1) modifiés par mutation.
Une question intéressante se pose à l’échelle cellulaire : si les grains de maïs sont aujourd’hui beaucoup plus gros et beaucoup plus riches en amidon que ceux de la téosinte, est-ce que les amyloplastes (organites de stockage de l’amidon dans l’albumen) ont été eux aussi modifiés en taille au cours de la domestication ? Ou bien le supplément d’amidon est-il dû seulement à un plus grand nombre d’amyloplastes par cellule, ou à un plus grand nombre de cellules dans l’albumen ? Pour trancher, il faut mesurer la taille des amyloplastes du maïs domestique, puis comparer à la téosinte sauvage. Et cette mesure doit être statistiquement fiable : une seule valeur isolée n’est pas représentative ; il faut la confronter à une banque de données.
La question scientifique du sujet : « La domestication du maïs à partir de la téosinte sauvage s’est-elle accompagnée d’une modification de la taille des amyloplastes dans l’albumen du grain, et la mesure d’un amyloplaste unique est-elle statistiquement fiable pour conclure ? » C’est la phrase à garder en tête du début à la fin. Ta mesure, ton test de fiabilité et ta stratégie de poursuite doivent répondre à cette question précise, pas à une autre.
3. À quoi servent les ressources fournies ?
Les ressources d’un sujet ECE ne sont jamais là pour décorer. Chacune a une fonction précise dans la résolution. Avant de te lancer, prends 2 minutes pour identifier ce que chaque ressource t’apporte.
Ressource 1 — Grain de maïs frais (ou en imbibition), scalpel, eau iodée (Lugol), microscope optique avec oculaire gradué, fiche technique de calibration, lames, lamelles. Elle te donne accès au matériel biologique (l’albumen, tissu de réserve riche en amyloplastes) et à l’équipement de mesure quantitative (oculaire gradué calibré sur lame micrométrique). L’eau iodée colore spécifiquement l’amidon en bleu-violet sombre, ce qui rend les amyloplastes facilement repérables et mesurables.
Ressource 2 — Fichier « BanqueMesuresAmyloplastes » contenant 20 mesures de référence (avec moyenne μ et écart-type σ). Elle te fournit la référence statistique nécessaire pour évaluer la fiabilité de ta mesure unique. Cette banque représente une distribution d’amyloplastes de maïs domestique standard, contre laquelle tu vas confronter ta propre mesure. Sans cette banque, ta mesure isolée serait orpheline et non interprétable.
Ressource 3 — Texte sur le test de fiabilité statistique. Elle te rappelle qu’une mesure unique peut être considérée comme statistiquement fiable à 95 % si elle appartient à l’intervalle [μ − 2σ ; μ + 2σ], qui couvre 95 % des observations d’une distribution gaussienne (loi normale). C’est l’outil d’analyse qui te permettra de valider (ou non) ta mesure individuelle au regard de la banque de référence.
4. Le raisonnement scientifique du sujet
On peut maintenant relier les ressources entre elles pour bâtir le raisonnement. Suis bien la logique :
- La domestication a transformé la téosinte en maïs, avec des grains nettement plus gros et plus riches en amidon. Cette transformation peut s’expliquer par plusieurs hypothèses cellulaires : (a) augmentation de la taille des amyloplastes, (b) augmentation du nombre d’amyloplastes par cellule, (c) augmentation du nombre de cellules dans l’albumen, ou une combinaison des trois.
- Pour tester l’hypothèse (a) — modification de la taille des amyloplastes — il faut mesurer précisément la taille d’un amyloplaste de maïs domestique, puis comparer à des mesures équivalentes sur la téosinte sauvage.
- Mais une seule mesure n’est pas suffisante : il faut s’assurer qu’elle est représentative de la population. C’est le rôle du test statistique [μ−2σ ; μ+2σ] : si la mesure unique tombe dans cet intervalle calculé sur la banque de référence, elle est conforme à la distribution attendue et peut être utilisée comme représentative. Sinon, elle est aberrante et doit être refaite.
- Une fois la mesure validée par le test statistique (partie A), on peut envisager la comparaison avec la téosinte en partie B, par une démarche similaire (mesures sur grains de téosinte, banque équivalente, calcul d’intervalle).
- Si la moyenne des amyloplastes de maïs est nettement supérieure à celle de la téosinte (intervalles disjoints), on conclura à une augmentation de taille due à la domestication. Si les intervalles se recouvrent, la différence pourrait ne pas être significative et il faudrait chercher l’explication ailleurs (nombre, cellules…).
Conclusion logique : pour répondre à la question, il « suffit » de mesurer un amyloplaste, de tester sa fiabilité avec [μ−2σ ; μ+2σ], puis de proposer en partie B la comparaison avec la téosinte. L’ensemble articule mesure individuelle + validation statistique + comparaison inter-spécifique pour évaluer l’impact cellulaire de la domestication.
5. Rappels théoriques : amyloplastes, domestication du maïs et statistiques
Les amyloplastes sont des plastes spécialisés dans le stockage de l’amidon, principal polysaccharide de réserve des végétaux. Ils dérivent du proplaste commun à tous les plastes (chloroplastes, chromoplastes, amyloplastes…) et sont particulièrement abondants dans les organes de réserve : graines (albumen des céréales), tubercules (pomme de terre), racines tubéreuses (manioc, patate douce), rhizomes. Dans le grain de céréale, les amyloplastes de l’albumen accumulent l’amidon synthétisé à partir du saccharose importé depuis les feuilles photosynthétiques de la plante mère. Cette réserve servira au démarrage de la croissance du jeune embryon lors de la germination, avant que la plante ne devienne autotrophe.
L’albumen (ou endosperme) est un tissu de réserve triploïde formé chez les Angiospermes après la double fécondation : une cellule centrale fusionne avec un gamète mâle (3n) et donne naissance à l’albumen, tandis que l’ovocyte fusionne avec l’autre gamète mâle pour former l’embryon (2n). Chez les céréales, l’albumen constitue la quasi-totalité du grain mûr, est extrêmement riche en amyloplastes et en grains d’amidon, et est la source nutritionnelle principale exploitée par l’humain (farine de blé, polenta de maïs, riz, semoule).
La domestication du maïs à partir de la téosinte (Zea mays ssp. parviglumis) est documentée par l’archéologie (premiers épis fossiles d’environ −7000 ans dans la vallée de Tehuacán au Mexique) et la génétique moléculaire. Quelques gènes clés ont été identifiés comme responsables des différences morphologiques majeures : tb1 (teosinte branched 1) contrôle la ramification (téosinte ramifiée vs maïs à tige unique), tga1 (teosinte glume architecture 1) contrôle la couverture des grains par les glumes (grains protégés chez la téosinte vs grains nus chez le maïs), et plusieurs QTL contrôlent la taille du grain et de l’épi. La sélection humaine, en moins de 10 000 ans, a fixé ces allèles favorables et donné naissance à la céréale la plus productive au monde aujourd’hui (≈ 1,1 milliard de tonnes/an).
Le test statistique [μ−2σ ; μ+2σ] correspond à un intervalle de confiance à 95 % autour de la moyenne d’une distribution gaussienne (loi normale). 95 % des observations d’une telle distribution tombent dans cet intervalle. Si une mesure individuelle y appartient, elle est compatible avec la distribution de référence (« fiable » au sens statistique) ; si elle tombe à l’extérieur, elle est considérée comme aberrante (probabilité < 5 %) et doit être contrôlée. Cet outil simple permet à un élève de Terminale d’évaluer rapidement la qualité d’une mesure individuelle sans calculs sophistiqués.
Attention à la distinction entre fiabilité d’une mesure (test [μ−2σ ; μ+2σ] = la mesure est-elle compatible avec la distribution connue ?) et différence significative entre deux distributions (test de comparaison de moyennes, par exemple test de Student). La partie A teste la fiabilité d’une mesure individuelle de maïs. La partie B, pour conclure sur une différence due à la domestication, devra comparer rigoureusement les distributions de maïs et de téosinte.
6. Construire ta stratégie de poursuite en trois temps
Comme il s’agit d’un sujet « poursuite de stratégie », ce n’est pas en partie A que tu proposes une stratégie (la manipulation y est imposée). C’est en partie B qu’on attend ta proposition, pour comparer rigoureusement les amyloplastes du maïs domestique et de la téosinte sauvage. Et cette proposition doit, comme toujours, être structurée en trois temps. C’est la méthode officielle attendue par les jurys :
Une stratégie ECE se formule toujours selon trois axes :
- LE QUOI — qu’est-ce que je cherche à mettre en évidence ?
- LE COMMENT — comment je m’y prends concrètement (matériel, manipulation, mesures) ?
- LES RÉSULTATS ANTICIPÉS — qu’est-ce que j’attends comme résultat et comment je conclurai dans chaque cas ?
Appliquons cette grille au sujet maïs :
Le QUOI
Je cherche à comparer la taille moyenne des amyloplastes entre le maïs domestique et la téosinte sauvage afin de déterminer si la domestication s’est accompagnée d’une augmentation significative de cette taille. Si oui, ce serait un mécanisme cellulaire majeur expliquant l’enrichissement en amidon des grains de maïs cultivés.
Le COMMENT
Je vais réaliser sur la téosinte sauvage exactement la même démarche que celle effectuée en partie A pour le maïs. (a) Prélever plusieurs grains de téosinte, en couper l’albumen, le gratter, faire une préparation microscopique colorée au Lugol. (b) Mesurer la taille de plusieurs amyloplastes (idéalement 20 minimum) avec l’oculaire gradué calibré au même grossissement. (c) Construire une banque de mesures téosinte, calculer sa moyenne μ_T et son écart-type σ_T, et son intervalle [μ_T−2σ_T ; μ_T+2σ_T]. (d) Comparer rigoureusement les deux distributions : si les intervalles de confiance sont disjoints, la différence est significative. Si les intervalles se chevauchent largement, la différence n’est pas significative.
Les RÉSULTATS ANTICIPÉS
Deux scénarios sont possibles, et chacun m’oriente vers une conclusion différente :
- Scénario 1 — Amyloplastes du maïs significativement plus gros que ceux de la téosinte. Par exemple, maïs : μ_M ≈ 25 µm, σ_M ≈ 5 µm (intervalle ≈ 15-35 µm) ; téosinte : μ_T ≈ 12 µm, σ_T ≈ 3 µm (intervalle ≈ 6-18 µm). Les deux intervalles sont disjoints. La domestication a bien entraîné une augmentation significative de la taille des amyloplastes, ce qui constitue l’un des mécanismes cellulaires expliquant l’enrichissement en amidon des grains de maïs cultivés. Bien sûr, d’autres mécanismes (nombre d’amyloplastes par cellule, nombre de cellules dans l’albumen) peuvent s’ajouter à celui-ci.
- Scénario 2 — Pas de différence significative. Si les amyloplastes des deux espèces ont des tailles similaires (intervalles largement chevauchants), la domestication n’aurait pas modifié la taille de ces organites. Il faudrait alors chercher l’explication ailleurs : nombre d’amyloplastes par cellule augmenté, ou nombre de cellules de l’albumen augmenté (allométrie globale du grain).
7. La mise en œuvre pratique
Cette partie correspond à la manipulation cadrée de la partie A : tu dois préparer une coupe d’albumen colorée à l’eau iodée, mesurer un amyloplaste à l’oculaire gradué, et tester sa fiabilité statistique.
Étape 1 — Préparation microscopique de l’albumen de maïs.
- À l’aide du scalpel, coupe le grain de maïs en deux longitudinalement, en distinguant l’albumen (partie principale, blanche-jaunâtre) de l’embryon (petite zone basale).
- Gratte délicatement l’albumen avec le scalpel pour récupérer une petite quantité de fragments cellulaires.
- Dépose le grattage dans une goutte d’eau iodée sur lame, mélange légèrement, couvre d’une lamelle. Les amyloplastes apparaissent immédiatement colorés en bleu-violet sombre.
Étape 2 — Observation et mesure d’un amyloplaste.
- Observe au microscope au grossissement ×400.
- Repère un amyloplaste bien individualisé et bien coloré (forme ovoïde caractéristique, contraste net, pas de chevauchement avec d’autres).
- Calibre l’oculaire gradué si ce n’est pas déjà fait : utilise la fiche technique fournie ou la lame micrométrique pour déterminer la valeur d’une division d’oculaire au grossissement de travail.
- Mesure le plus grand diamètre de l’amyloplaste choisi en comptant les divisions de l’oculaire, puis convertis en µm.
Étape 3 — Test de fiabilité sur tableur.
- Ouvre le fichier « BanqueMesuresAmyloplastes » sur le tableur. Vérifie qu’il contient bien 20 mesures.
- Calcule la moyenne μ avec la formule
=MOYENNE(A1:A20)et l’écart-type σ avec=ECARTYPE(A1:A20)(ou=STDEV(...)selon la version du tableur). - Calcule les bornes de l’intervalle de confiance à 95 % : borne inférieure = μ − 2σ ; borne supérieure = μ + 2σ.
- Vérifie si ta mesure individuelle appartient à l’intervalle [μ−2σ ; μ+2σ]. Si oui, la mesure est fiable au seuil de 95 % et peut être considérée comme représentative.
Sécurité. Le scalpel est extrêmement coupant : manipule-le avec précaution. L’eau iodée est irritante : port des gants. Le microscope reste sous responsabilité de l’élève.
8. Que pourrait être la ressource complémentaire (partie B) ?
Dans tous les sujets ECE, la partie B prévoit l’appel de l’examinateur pour obtenir une ressource complémentaire. Cette ressource n’est pas un cadeau : elle est calibrée pour compléter ton analyse ou débloquer une étape de raisonnement. Anticiper sa nature est un excellent réflexe d’élève.
Sur ce sujet précis, la ressource complémentaire pourrait être :
- Une banque de mesures équivalente pour la téosinte (20 amyloplastes mesurés en conditions identiques), avec sa moyenne μ_T et son écart-type σ_T, permettant de comparer rigoureusement les deux distributions et de conclure sur une différence significative (intervalles disjoints) ou non (intervalles chevauchants).
- Un histogramme de distribution comparatif des tailles d’amyloplastes entre maïs et téosinte, illustrant visuellement le décalage des distributions.
- Un schéma génétique impliquant les gènes-clés de la domestication du maïs (tb1, tga1, et autres QTL liés à la taille du grain), montrant comment quelques mutations ont fixé les caractères distinctifs en quelques millénaires de sélection humaine.
- Une photographie comparative d’un épi de téosinte et d’un épi de maïs (échelle commune), illustrant la transformation morphologique macroscopique spectaculaire issue de la domestication.
Quelle qu’elle soit, cette ressource doit toujours être mobilisée explicitement dans ta conclusion : ne la regarde pas seulement, cite-la et explique en quoi elle conforte (ou nuance) ton interprétation des résultats expérimentaux.
9. Communiquer les résultats et interpréter
Pour la partie B, présente tes résultats sous une forme claire — deux options classiques sont attendues selon la nature de ton observation.
Option 1 — Photographie titrée et légendée. Capture un champ microscopique caractéristique montrant l’amyloplaste mesuré, colorée par l’iode, avec l’oculaire gradué visible. Présente l’image avec un titre informatif (« Amyloplastes d’albumen de maïs colorés à l’eau iodée, microscope optique, ×400, oculaire gradué calibré »), précise l’échelle (barre micrométrique), légende l’amyloplaste mesuré (cercle, taille en µm) et indique le résultat du test de fiabilité.
Option 2 — Production sur tableur. Construis un tableau récapitulatif : (a) ta mesure individuelle (en µm), (b) la moyenne μ de la banque de 20 mesures, (c) l’écart-type σ, (d) les bornes de l’intervalle [μ−2σ ; μ+2σ], (e) le diagnostic de fiabilité (mesure dans l’intervalle = fiable ; en dehors = à refaire). Tu peux ajouter un diagramme en boîte (boxplot) représentant la distribution des 20 mesures avec position de ta mesure individuelle, pour visualiser immédiatement sa conformité.
Interpréter les résultats
Adopte la structure d’analyse en trois temps, attendue à l’épreuve. Elle force la rigueur du raisonnement et te fait gagner des points :
Exemple appliqué au sujet (si mesure dans l’intervalle de fiabilité) :
- J’observe… que l’amyloplaste de maïs mesuré au microscope présente un diamètre de 22 µm. La banque de 20 mesures de référence donne une moyenne μ = 25 µm et un écart-type σ = 5 µm, soit un intervalle de fiabilité [μ−2σ ; μ+2σ] = [15 ; 35] µm. Ma mesure (22 µm) appartient bien à cet intervalle.
- Or je sais que… une mesure individuelle qui appartient à l’intervalle [μ−2σ ; μ+2σ] est statistiquement compatible avec la distribution de référence, au seuil de fiabilité de 95 % (ressource 3). Ma mesure peut donc être considérée comme représentative d’un amyloplaste de maïs domestique standard.
- J’en déduis que… la mesure individuelle est validée : elle est fiable et utilisable. La question de la modification éventuelle par la domestication reste à trancher par la comparaison avec la téosinte, qui nécessite une démarche statistique équivalente (stratégie de poursuite en partie B). Selon les données de la littérature, on s’attend à ce que les amyloplastes de téosinte soient en moyenne plus petits (≈ 10-15 µm), validant l’hypothèse d’une augmentation par sélection humaine.
10. La conclusion : revenir à la question initiale
Ta conclusion doit faire 3 choses : (1) rappeler ta mesure et le test de fiabilité réussi, (2) en déduire la validité statistique de la mesure individuelle, (3) répondre explicitement à la question posée (modification éventuelle par la domestication, qui sera tranchée par la comparaison téosinte en partie B). Pense aussi à intégrer la ressource complémentaire obtenue auprès de l’examinateur.
Exemple de formulation type (si mesure fiable et différence avec téosinte confirmée) :
« La mesure d’un amyloplaste d’albumen de maïs domestique a donné 22 µm, valeur qui appartient à l’intervalle de fiabilité [15 ; 35] µm calculé à partir de la banque de 20 mesures de référence (μ = 25 µm, σ = 5 µm). La mesure est donc statistiquement fiable à 95 %. La ressource complémentaire (banque téosinte / histogramme comparatif / schéma génétique tb1-tga1 / photographie épis) confirme que les amyloplastes de téosinte sauvage sont en moyenne plus petits (≈ 12 µm) et que leur intervalle de fiabilité [6 ; 18] µm est disjoint de celui du maïs domestique. La domestication du maïs à partir de la téosinte s’est donc bien accompagnée d’une augmentation significative de la taille des amyloplastes, qui constitue l’un des mécanismes cellulaires expliquant l’enrichissement spectaculaire en amidon des grains de maïs cultivés. Cette modification cellulaire s’ajoute aux autres caractères modifiés par la domestication (taille de l’épi, nombre de rangs de grains, absence d’égrenage), tous fixés en moins de 10 000 ans sous la pression de sélection des paysans amérindiens. »
11. Les pièges fréquents à éviter
Piège n°1 — Ne pas identifier le type de sujet. Ici c’est un sujet « poursuite de stratégie » : la stratégie en 3 temps porte sur la partie B (comparaison maïs-téosinte), pas sur la mesure imposée en A. Si tu inverses, tu vas formuler ta proposition au mauvais moment et perdre des points.
Piège n°2 — Mesurer un amyloplaste mal coloré ou flou. Pour une mesure précise, sélectionne un amyloplaste bien isolé, bien net, fortement contrasté. Évite ceux qui sont chevauchés par d’autres ou qui apparaissent flous. Une mauvaise mesure invaliderait le test de fiabilité.
Piège n°3 — Oublier la calibration de l’oculaire au grossissement utilisé. La valeur d’une division d’oculaire dépend du grossissement. Si tu calibres à ×100 mais mesure à ×400, ta conversion sera fausse d’un facteur 4. Calibre toujours au même grossissement que la mesure.
Piège n°4 — Conclure sur la modification par domestication sans la comparaison avec la téosinte. Le test de fiabilité (partie A) valide seulement la qualité de ta mesure ; il ne dit rien de l’effet de la domestication. C’est la comparaison avec la téosinte (partie B) qui apporte la réponse. Ne grille pas cette étape.
Piège n°5 — Confondre fiabilité d’une mesure et différence significative entre deux groupes. Le test [μ−2σ ; μ+2σ] évalue si une mesure individuelle est compatible avec une distribution connue. Pour comparer deux groupes (maïs vs téosinte), il faut un test de comparaison de moyennes (test de Student par exemple) ou simplement constater si les intervalles de fiabilité sont disjoints ou chevauchants. Ce sont deux raisonnements distincts.
Piège n°6 — Ne pas exploiter la ressource complémentaire. Si tu l’as demandée et reçue, elle doit apparaître dans ta conclusion. Sinon, c’est comme si tu ne l’avais pas utilisée.
12. Indice / cause / exemple — amyloplastes et domestication des céréales
- Indice : amyloplastes de maïs domestique présentant une taille moyenne (≈ 25 µm) significativement supérieure à celle des amyloplastes de téosinte sauvage (≈ 12 µm), avec intervalles de fiabilité [μ−2σ ; μ+2σ] disjoints
- Cause : sélection humaine sur les 7000 à 9000 dernières années des paysans amérindiens ayant favorisé les variants à grains plus gros et plus riches en amidon ; quelques gènes clés (tb1 pour la ramification, tga1 pour la nudité du grain, plusieurs QTL pour la taille de l’épi et du grain) ont été fixés sous cette pression, conduisant à une transformation cellulaire et morphologique spectaculaire en quelques millénaires
- Exemple : la domestication du maïs est l’un des cas d’école les mieux étudiés de domestication végétale, documentée par l’archéologie (épis fossiles de la vallée de Tehuacán au Mexique, datant de ≈ −7000 ans) et la génétique moléculaire (séquençage comparé maïs/téosinte révélant les mutations sélectionnées) ; d’autres céréales montrent des transformations similaires : blé (à partir d’engrain et amidonnier sauvages, polyploïdisations successives), riz (à partir de Oryza rufipogon), orge (à partir de Hordeum spontaneum), illustrant le caractère général de la sélection humaine pour des grains plus gros et plus nutritifs
Ce qu’il faut retenir
- Type de sujet : poursuite de stratégie (mesure + test fiabilité imposés en A, comparaison avec téosinte à proposer en B)
- Question du sujet : la domestication du maïs a-t-elle modifié la taille des amyloplastes ?
- Outils A : grain de maïs + scalpel + eau iodée + microscope avec oculaire gradué calibré + banque de 20 mesures + tableur (μ, σ, intervalle [μ−2σ ; μ+2σ])
- Test de fiabilité : mesure ∈ [μ−2σ ; μ+2σ] = fiable au seuil de 95 %
- Stratégie B en 3 temps : LE QUOI (comparer maïs vs téosinte) / LE COMMENT (mêmes mesures sur 20 amyloplastes de téosinte + banque + intervalle) / LES RÉSULTATS ANTICIPÉS (intervalles disjoints = modification par domestication confirmée ; chevauchants = à reconsidérer)
- Communiquer les résultats : photographie titrée et légendée de l’amyloplaste mesuré OU tableau récapitulatif + boxplot sur tableur
- Interpréter : J’observe… / Or je sais… / J’en déduis…
- Lien au cours : 2A.4 (plante sauvage à domestiquée, sélection humaine sur quelques gènes clés en quelques millénaires) + 2A.2 (plastes, amyloplastes, organes de réserve)
- Piège majeur à éviter : oublier la calibration de l’oculaire au bon grossissement, ou confondre fiabilité d’une mesure (test individu vs population) et différence significative entre deux populations
- Conclusion finale : toujours articuler mesure individuelle validée + comparaison statistique avec la téosinte pour conclure sur l’impact cellulaire de la domestication
Fichiers de l’exercice
🤖 Synthèse rédigée avec assistance IA à partir des cours universitaires et de sources académiques de référence.
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